Contaminazione da muffe su superfici morbide

Gli appaltatori di bonifica, in America, spesso seguono le linee guida dell’Institute of Inspection, Cleaning and Restoration Certification (IICRC) per il restauro e la bonifica, che si basano su tre condizioni definite1. In sostanza, gli elementi della Condizione 1 non sono influenzati dalla contaminazione fungina, gli elementi della Condizione 2 sono interessati da spore e frammenti depositati e la Condizione 3 è rappresentata dalla crescita effettiva della muffa. La condizione di un articolo può essere valutata mediante ispezione visiva o campionamento per contaminanti fungini. I risultati della valutazione determinano se l’oggetto deve essere pulito e restaurato, sottoposto a una riparazione più ampia o eliminato.

Quando la Condizione non è chiara, può essere richiesto il campionamento per distinguere tra Condizione 1 e 2, o Condizione 2 e Condizione 3. I metodi di campionamento applicabili alla valutazione della Condizione variano da metodi semplici come prelievo su nastro adesivo a metodi più sofisticati come micro- cassette microvuoto. I campioni di cassette utilizzati per valutare la condizione vengono spesso analizzati mediante coltura. Un metodo di analisi che viene utilizzato più frequentemente è l’analisi quantitativa della reazione a catena della polimerasi (qPCR). Simile alla coltura, questo metodo è tuttavia più sensibile3-5. Un’analisi qPCR rileva spore sia vitali che non vitali, oltre ad alcuni frammenti di spore e ife. Pertanto, i risultati di un’analisi qPCR sono riportati come equivalenti di spore anziché come spore. Inoltre, l’analisi qPCR rileva solo quei funghi inizialmente inclusi nell’analisi (includendo le loro coppie di primer nell’analisi). Tuttavia, questa in genere non è una limitazione pratica, poiché è comune richiedere un’analisi qPCR che includa i 36 funghi ERMI. Questa sigla sta per Environmental Relative Moldiness Index (Indice di muffa relativa ambientale), un metodo per valutare la presenza di 36 tipologie di funghi nella polvere dei tappeti, utilizzando l’analisi qPCR e confrontando poi il punteggio ERMI con un database di campioni di polvere6,7. I 36 funghi includono 26 contaminanti appartenenti a un Gruppo 1 e 10 funghi ambientali comuni appartenenti a un Gruppo 2. Le concentrazioni fungine nei due gruppi vengono confrontate per calcolare il punteggio ERMI.

Una problematica nell’uso di questa analisi è il costo relativamente alto. Un secondo problema è che i punteggi ERMI sono limitati alla valutazione della polvere dei tappeti e non sono applicabili ai campioni di polvere raccolti da altre superfici, come altre superfici morbide e dure. Inoltre, l’associazione tra punteggi ERMI e condizione è stata messa in dubbio e l’EPA non ha convalidato ERMI come strumento di valutazione “per l’uso pubblico di routine in case, scuole o altri edifici”, ma solo come strumento di ricerca8. Questi fattori combinati hanno limitato l’uso dei punteggi ERMI all’interno della più ampia comunità IAQ.

Tuttavia, il metodo di analisi qPCR è generalmente accettato3-5. Un’alternativa all’ERMI, denominata metodo CAP (Cladosporium–Aureobasidium–Penicillium), è stata proposta come un modo per conservare i vantaggi dell’analisi qPCR, estenderne l’applicabilità ad altri tipi di superficie (superfici morbide e dure) e ridurre i costi limitando il numero di funghi inclusi nell’analisi9. Ricapitolando, qPCR è il metodo utilizzato dal laboratorio per analizzare i campioni. ERMI e CAP sono due differenti metodi che possono essere utilizzati dall’IEP per valutare il significato dei campioni di polvere superficiale.

Un’analisi CAP può includere 2, 4, 8 oppure 14 tipologie di funghi. L’analisi CAP-4 è stata progettata come strumento di screening per capire se una superficie è classificabile come Condizione 1 o meno. Questo metodo verrebbe utilizzato per valutare la necessità di ripristino e le verifiche post bonifica. I funghi inclusi nell’analisi CAP-4 sono Cladosporium cladosporioides, Aureobasidium pullulans, Penicillium brevicompactum e Penicillium chrysogenum. Questi quattro funghi sono stati selezionati perché rappresentano il 96% dei 36 funghi ERMI rilevati in uno studio condotto dall’autore su 82 campioni di polvere superficiale. I risultati selezionati di quello studio sono discussi in questo articolo. Tale percentuale era basata sui tassi combinati di rilevamento e sulla presenza dei funghi nei campioni di polvere superficiale. Pertanto, un’analisi CAP-4 avrebbe dovuto misurare circa il 96% dei funghi totali rilevato da un’analisi ERMI-36.

L’analisi CAP è potenzialmente vantaggiosa rispetto a quella ERMI:

1. Poiché un’analisi CAP-4 include solo quattro funghi, riduce il costo dell’analisi qPCR di circa il 60%.
2. Il metodo CAP può essere applicato a qualsiasi tipo di superficie compresi tappeti, superfici morbide e superfici dure.
3. Il metodo CAP si basa sul totale dei funghi nel campione anziché su un punteggio.
4. Viene analizzato l’intero campione, non solo una porzione di polvere da 5 milligrammi.
5. I risultati sono riportati per area. È stato dimostrato che i risultati riportati in base all’area sono correlati agli effetti sulla salute, mentre i risultati riportati sull’analisi del peso non sono correlati agli effetti sulla salute10,11.

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Joe C. Spurgeon, Ph.D

Bibliografia

1. Institute of Inspection Cleaning and Restoration Certification. ANSI/IICRC S520-2015 Standard and Reference Guide for Professional Mold Remediation 3rd Ed.; Vancouver, WA.

2.QPCR definition. https://en.wikipedia.org/wiki/Real-time_polymerase_chain_reaction. February 17, 2019.

3. Meklin, T.; Haugland, R.A.; Reponen, T.; et al.“Quantitative PCR analysis of house dust can reveal abnormal mold conditions.” J. Environ. Monit.,

6, 615-620 (2004).

4. Lignell, U.; Meklin, T.; Rintala, H.; et al. “Evaluation of quantitative PCR and culture methods for detection of house dust fungi and streptomycetes in relation to moisture damage of the house.” Letters in Applied Microbiology, 47(4): 303-308 (2008).
5. McDevitt, J.J.; Lees, P.S.J.; Merz, W.G.; ey al. “Use of Green Fluorescent Protein-Expressing Aspergillus fumigatus conidia to Validate Quantitative PCR Analysis of Air Samples Collected on Filters.” JOEH, 2(12):633-640 (2005).
6. Vesper, S.J.; Varma, M.; Wymer, L.J.; et al. “Quantitative Polymerase Chain Reaction Analysis of Fungi in Dust From Homes of Infants Who Developed Idiopathic Pulmonary Hemorrhaging.” JOEM, 46(6): 596-601 (2004).
7. Vesper, S.; McKinstry, C.; Haugland, R.; et al. “Development of an Environmental Relative Moldiness Index for US Homes.” JOccup&Env Med, (49(8): 829-833 (2007).
8. Office of Inspector General Report. “Public May Be Making Indoor Mold Cleanup decisions Based on EPA Tool Developed Only for Research Applications.” https://www.epa.gov/office-inspector-general/report-public-may-be-making-indoor-mold-cleanup-decisions-based-epa-tool Report # 13-P-0356 (2013).
9. Assured Bio Laboratory. “CAP Method.” Method D-10 (www.assuredbio.com). Oak Ridge, TN.
10. Gehring, U.; Douwes, J.; Doekes, G.; et al. “Glucan in House Dust of German Homes: Housing Characteristics, Occupant Behavior, and Relations with Endotoxins, Allergens, and Molds.” Environmental Health Perspectives, 109: (2), February 2001.
11. Lioy, P.J.; Freeman, N.C.; Millette, J.R. “Dust: A Metric for Use in Residential and Building Exposure Assessment and Source Characterization.” Environmental Health Perspectives, 110: (10), October 2002.
12. Spurgeon, J. The Collection and Interpretation of Indoor Mold Samples: A Comparison of Methods, 2nd Ed., www.expertonmold.com (2016).
13. Mulhausen, J.R.; Damiano, J. A Strategy for Assessing and Managing Occupational Exposures, 2ndEd, Fairfax, VA, 1998.